第三节　趋化因子在神经系统中的生物学作用

虽然神经元活动在神经系统发挥功能的过程中占据主导地位，但是越来越多的证据表明，胶质细胞在神经系统中也具有较重要的作用，神经元与胶质细胞之间的相互作用不仅是维系神经系统内环境稳态的重要因素，也是抵御外界应激、维护神经系统功能的核心机制。

一、趋化因子在神经元信息传递中的生物学作用

化学传递与电传递是神经元发挥信息传递功能的基本形式。其中化学传递的介质为神经递质或调质。虽然趋化因子不具备神经递质的典型特征，但早在2007年就有学者提出，趋化因子是一类新型的神经调质，参与神经系统功能的调控。趋化因子作为神经调质的特征表现如下。

1.趋化因子可在神经元内合成

如前所述，CCL2、CX3CL1、CCL3等趋化因子广泛存在于神经系统内。经免疫学方法检测发现CCL 2基因及蛋白均在神经元内被检测到，其分布包括运动皮质，海马齿状回区、纹状体、蓝斑核、小脑等脑区，其受体CCR2分布于嗅球、下丘脑和小脑等脑区［18］。

2.趋化因子可与神经递质共同存在于囊泡中

经原位杂交与透射电镜观察，发现在大鼠神经垂体的血管升压素神经末梢的致密核神经囊泡中有CXCL12的分布。CCL2也存在神经元末梢的囊泡之中，表明趋化因子可能以与递质相似的方式被释放至细胞间隙。

3.趋化因子与神经递质和神经调质可共存

在基底节胆碱能神经元和中脑黑质多巴胺神经元中，均发现有CCL2蛋白的存在。在下丘脑侧叶包含黑色素凝集素神经元以及下丘脑室旁核的含血管升压素的神经元中，也都发现了CCL2的表达。除此之外，在多巴胺神经元和胆碱能神经元中发现CXCL12的存在，表明趋化因子可与神经递质共存。

4.趋化因子可从神经元释放

越来越多的体内外试验表明，趋化因子可从神经元释放至细胞间隙，例如过表达CCL21的小鼠皮质神经元可快速激活小胶质细胞，其机制分析为过表达于神经元内的CCL21经释放后，与小胶质细胞表面的CXCR3结合，诱导小胶质细胞激活。我们前期采用纯化的海马神经元经氧糖剥夺（oxygen glucose deprivation，OGD）造模后，在细胞培养基中检测到了CKLF1的信号。上述研究结果均提示，趋化因子可从神经元中释放出来，但其释放机制仍须深入探讨。

5.趋化因子的电生理学特性

已有研究表明，CCL2、CCL5、CXCL12可通过与CXCR2相结合，诱导神经细胞产生电生理学活动。在谷氨酸能神经元中，CXCL12可导致自发突触活动后的缓慢的内向电流，这一作用与离子型谷氨酸受体的持续激活有关。在多巴胺能神经元中，CXCL12可促进突触前膜γ-氨基丁酸（γ-aminobutyric acid，GABA）和谷氨酸的释放，这一现象依赖于分布在多巴胺神经元上的CXCR4。CCL2可通过与CCR2结合，调控N-电压门控钙通道对多巴胺释放。采用全细胞膜片钳技术发现，CCL2可诱导急性分离小鼠脑片海马CA1区神经元（谷氨酸能神经元）的细胞膜去极化现象，提升兴奋性突触后电流，这一现象是依赖于CCL2对突触前膜功能的调控而产生的。由此可见，趋化因子具有调控神经元电生理活动潜能。CCL3可显著抑制海马CA3-CA1区Schaffer谷氨酸能神经通路的基础突触传递效能，破坏长时程增强（long-term potentiation，LTP）现象，但对长时程抑制（long-term depression，LTD）并无显著影响。经脑内注射CCL3可导致小鼠学习记忆能力的明显损伤，从而在电生理与行为学两个层面证明CCL3可对海马神经元的突触可塑性产生破坏作用。

6.趋化因子可通过自分泌形式发挥作用

趋化因子受体在突触前膜与后膜均有分布。例如CXCL12与它的受体CXCR4在大鼠胚胎脑内高水平表达，成年后，在表达CXCL12的神经元表面仍有CXCR4的分布，特别是在皮质、黑质和下丘脑中。在黑质致密部的多巴胺能神经元中，CXCL12不仅可以调控多巴胺能神经元的放电频率，也可以对多巴胺能神经元投射到的纹状体区的多巴胺释放进行调控。鉴于趋化因子与它的受体共同表达于相同的神经元，因此有学者提出趋化因子是通过自分泌作用于突触前膜受体而发挥神经调控作用，这一作用模式与多巴胺十分相似。因为多巴胺的受体D1和D2也可以分布于突触前和突触后两个不同部位，发挥不同的调控作用。血管升压素可以通过自身分泌来调控α受体的表达，而α受体也是表达于血管升压素的神经元表面，有研究也表明，CXCL13可以抑制血管升压素的释放，这一机制可能与它抑制突触前cCScI4突触活动相关。

7.趋化因子可通过旁分泌形式发挥作用

趋化因子受体可在胶质细胞表达。虽然部分趋化因子受体可表达于突触前神经元，但更多的研究表明，CX3CL1和它的受体CX3CR1在小胶质细胞和神经元中表达。具有相似表达规律的还有CXCL10和它的受体CXCR3 在胆碱能神经元中的表达，CCL2可通过与分布在投射末端的CXCR1、CXCR2相互作用，发挥神经调控作用。上述研究均提示，趋化因子受体不仅可在神经元分布，而且可在胶质细胞表面分布，提示趋化因子对神经元-胶质细胞调控的重要作用。

二、趋化因子对神经元-胶质细胞相互作用的调控作用

胶质细胞在神经系统可分为小胶质细胞、星形胶质细胞和少突胶质细胞，如前所述，三种胶质细胞分工明确，共同与神经元组成神经网络，完成信息的传递与整合。此过程中，众多趋化因子参与其中，如CX3CL1、CXCL1、CCL17、CCL2等，其中CX3CL1/CX3CR1被认为是神经元-胶质细胞调控的核心趋化因子，参与神经系统稳态维持和多种神经系统疾病的病理过程。

1.趋化因子在神经元-星形胶质细胞相互作用中的生物学作用

星形胶质细胞对于神经系统可以发挥四方面的作用：①星形胶质细胞是构成血脑屏障的重要组成部分。众所周知，血脑屏障是分割大脑与外界循环系统的重要屏障，星形胶质细胞通过与血管内皮细胞、周细胞的直接相互作用，构成维系脑内免疫豁免权的重要物理屏障。②星形胶质细胞可对脑血流量、脑脊液离子平衡以及神经递质的稳态都具有重要的调控作用。③星形胶质细胞的突触作为兴奋性突触结构的重要组成部分，可调控突触传递效能，调控谷氨酸-谷氨酰胺循环，抑制兴奋性氨基酸毒性的发生。④星形胶质细胞是调控神经元能量代谢的重要途径，分布于星形胶质细胞内的谷氨酰胺转移酶可为神经元合成谷氨酸提供重要的原料，维持神经元的正常功能［19］。

与免疫细胞相似，星形胶质细胞也可依据其功能状态分为静息态和激活态。当大脑受到急性攻击或者慢性刺激时，星形胶质细胞可以由静息态变为激活态，在形态学和功能上均发生显著的变化，按照其功能又可分化为A1和A2型星形胶质细胞，A1型星形胶质细胞失去了它促进突触形成的能力，吞噬功能受阻，并且可适当释放细胞因子，导致神经元和少突胶质细胞的凋亡，对系统是有害的。A2型星形胶质细胞对神经系统的修复是有益的，该细胞可以释放神经营养因子以及血小板反应蛋白，来促进突触的修复。

前期研究表明，体外神经元-星形胶质细胞共培养拮抗谷氨酸毒性的能力显著高于单独培养神经元，这可能与星形胶质细胞表面分布的谷氨酸转运体对谷氨酸的清除作用有关。然而，研究发现，将神经元-星形胶质细胞共培养的条件培养基也可拮抗谷氨酸的神经毒性，提示除了清除细胞外谷氨酸外，星形胶质细胞还可以通过其他形式发挥抗兴奋性毒性的功效。经检测，神经元-星形胶质细胞共培养诱导星形胶质细胞中CCL6表达可能是发挥这一作用的关键因子。在单独培养的神经元与星形胶质细胞内，均未发现CCL6的表达。但是，在共培养体系的星形胶质细胞中和培养基中均发现CCL6的存在，但在神经元中无CCL6的表达。采用CCR1拮抗剂可阻断神经元-星形胶质细胞共培养条件培养基的保护作用。在神经元培养基中共同加入CCL6和磷脂酰肌醇3激酶（PI3K）抑制剂可阻断CCL6的神经保护作用，提示CCL6可通过CCR1/PI3K信号通路拮抗谷氨酸神经毒性［20］。

脑卒中后神经元CCR5表达升高被认为是促进神经元修复、治疗脑卒中的新型靶点，但其诱导表达机制尚未阐明。前期研究表明，神经元-星形胶质细胞相互作用可能是诱导CCR5表达的机制之一。研究人员发现，大鼠的星形胶质细胞-小胶质细胞共培养条件培养基可显著促进体外培养神经元的成熟与分化。经分析发现，此条件培养基中富含CCL5、CCL2等趋化因子，进一步分析发现，这些趋化因子均源于星形胶质细胞分泌而得。研究表明趋化因子可显著增加神经元CCR5和分化神经标志性蛋白含量。与野生型小鼠神经元相比，此条件培养基诱导CCR5基因敲除小鼠神经元的分化能力显著降低，提示神经元分化过程中CCR5蛋白表达升高可能源于星形胶质细胞分泌的趋化因子，这对于解析脑卒中后CCR5表达诱导机制具有重要的提示作用［21］。

SMN1基因突变是导致运动神经元死亡的重要原因，也是导致脊髓性肌萎缩发病的遗传背景。已有研究表明，特异性回复星形胶质细胞中SMN1基因可显著改善小鼠脊髓性肌萎缩病情进展。机制研究发现SMN1突变的小鼠星形胶质细胞内CCL2的表达和分泌量都明显降低，不能支持运动神经元轴突的正常生长。补充CCL2可显著改善运动神经元的轴突生长情况，提示星形胶质细胞分泌的CCL2对于运动神经元的发育与修复具有重要的作用［22］。

趋化因子在疼痛的研究中越来越受到重视。已有研究表明CXCL1/CXCR2信号通路参与了癌性疼痛的调控过程。在骨癌疼痛模型中，研究人员发现骨癌疼痛可导致腹侧中脑导水管周围灰质NF-κB磷酸化、CXCL1和CXCR2三者水平升高，经与不同细胞标记物进行荧光共染后发现，升高的这些蛋白均位于胶质细胞原纤维酸性蛋白（glial fibrillary acidic protein，GFAP）阳性细胞内，即骨癌疼痛模型可导致星形胶质细胞中趋化因子水平升高。通过脑定位注射BAY11-7082（NF-κB抑制剂）可显著缓解疼痛程度，降低CXCL1的含量。采用CXCL1的中和抗体脑定位注射后的第6～9日，大鼠的疼痛现象也显著缓解。为深入观察CXCL1在该模型中的作用，研究者将CXCL1直接注射至正常大鼠腹侧中脑导水管灰质内，发现CXCL1的升高可导致痛觉超敏现象。受体研究发现，CXCL1的受体CXCR2仅在神经元中表达升高，阻断CXCR2活性可完全阻断CXCL1导致的痛觉超敏现象，缓解骨癌疼痛症状［23］。除此之外，来源于脊髓星形胶质细胞的CXCL12可通过神经元表面的CXCR4加重癌性疼痛，采用CXCL12或c-Jun 氨基端蛋白激酶（N-terminal kinase，JNK）选择性抑制剂SP600125可改善疼痛表现，延缓疼痛发生时间［24］。

除星形胶质细胞-神经元的调控外，趋化因子也参与了神经元对星形胶质细胞病变的调控过程。在疼痛导致星形胶质细胞增殖的过程中，神经元分泌的CCL7发挥了重要作用。在脊髓损伤导致的疼痛模型中，脊髓神经元中的CCL7显著增加。敲除CCL7可显著缓解疼痛症状。体外研究发现，来源于神经元的CCL7可促进星形胶质细胞的激活和增殖［25］。上述研究提示，趋化因子信号通路在星形胶质细胞-神经细胞相互作用介导的痛觉调控中具有重要作用。

2.神经元-小胶质细胞相互作用

小胶质细胞占整个脑细胞数量的5%～12%，作为脑内固有的免疫细胞，小胶质细胞负责监控脑内环境的微妙变化，包括神经元活动、外界应激、病毒感染等。小胶质细胞表达大量的不同的神经递质受体，它们的激活可影响小胶质细胞的功能，比如增殖、激活、细胞因子的合成与释放以及吞噬功能等。另一方面，神经元也分布有许多可感知小胶质细胞释放分子的受体，增强小胶质细胞对神经传递的保护作用。在神经发育期，小胶质细胞通过补体系统促进细胞的死亡，并负责清除凋亡的神经元以及胶质细胞，从而使神经结构达到一个完美的分化结构［26］。在成年脑中小胶质细胞可以促进神经发生，通过促进神经干细胞的增殖神经、营养因子的释放以及神经球的迁移。已有研究证明静息态的小胶质细胞可参与神经元的功能调控，例如突触的修饰和成熟。当大脑受到攻击时，小胶质细胞通过分化为促进炎症反应的M1型或者抑制炎症反应的M2型，对神经炎症进行调控。参与神经元-小胶质细胞相互作用的趋化因子成员众多，CX3CL1/CX3CR1信号通路是神经元-小胶质细胞相互作用的研究热点，也是研究最充分的趋化因子信号通路。

CX3CL1是神经元特异性分泌的趋化因子，包含373个氨基酸残基，以两种形式存在于神经系统内，一种为分布于细胞膜上的CX3CL1，一种为可溶性的CX3CL1，两者为CX3CL1在细胞膜表面被切割所导致。细胞膜上的CX3CL1主要发挥黏附因子样作用，而可溶性CX3CL1可与其受体CX3CR1结合，调控神经元-小胶质细胞的相互作用［27］。

众多研究表明，在神经炎症反应中，CX3CL1/CX3CR1信号通路因环境不同而表现不同的神经生物学调节作用。例如神经细胞分泌的CX3CL1可通过作用于小胶质细胞表面的CX3CR1调控小胶质细胞极化状态，抑制神经炎症反应。而外源性给予CX3CL1却不能改善神经炎症反应。通过基因调控的方法发现，CX3CL1和CX3CR1敲除可缓解脊髓侧索硬化综合征模型、帕金森病模型和多发性硬化模型的神经炎症反应，但是却可加重阿尔茨海默病和脑卒中模型的神经炎症反应，说明CX3CL1/CX3CR1信号通路在调控神经炎症反应中具有双面性，对该信号通路加强时间和空间的调控尤为重要。

在阿尔茨海默病模型中，已有研究表明，Aβ寡聚体与细胞内τ蛋白聚集均可引起神经元合成与释放CX3CL1，可溶性的CX3CL1一方面可通过与小胶质细胞表面的CX3CR1结合，提升小胶质细胞的吞噬功能，清除Aβ聚集体和细胞碎片，另一方面也可激活小胶质细胞内的Nrf2信号通路，抑制小胶质细胞的过度激活，提示探索CX3CR1介导的下游信号通路产生偏倚的内在机制至关重要。已知NF-κB是小胶质细胞内炎症因子表达的核心转录因子，而Nrf2是抑制小胶质细胞过度激活的关键机制。自由基氧化损伤是激活Nrf2的直接原因，而CX3CL1可促进Nrf2信号通路活性，CX3CR1基因敲除小鼠小胶质细胞Nrf2信号通路活性受到明显抑制，表明小胶质细胞内自由基水平的变化可能是CX3CL1/CX3CR1信号通路介导的重要细胞内变化。自由基水平升高不仅可激活Nrf2信号通路，也可促进NF-κB信号通路的激活，促进炎症因子的合成。而Nrf2信号通路激活所产生的抗氧化物质可通过3条途径抑制NF-κB活性：①Nrf2下游基因NQO-1可直接拮抗自由基氧化损伤，降低自由基含量；②HO-1可催化一氧化碳的生成，在转录水平抑制NF-κB活性；③GCLC与GCLM可催化谷氨酸、半胱氨酸与甘氨酸联合生成谷胱甘肽，阻断氧化应激，抑制NF-κB激活。因此，笔者认为，监测CX3CL1/CX3CR1信号调控小胶质细胞内自由基水平的变化，可能是解析其双重作用的关键机制。虽然有研究表明，在CX3CR1基因敲除小鼠中，给予Nrf2激动剂却并不能抑制τ蛋白301L突变导致的小胶质细胞增生，可能为CX3CR1缺失可导致小胶质细胞发育障碍而引起的，而非Nrf2信号通路与NF-κB信号通路失衡所致。

3.趋化因子对神经元-少突胶质细胞相互作用的影响

少突胶质细胞是中枢神经系统髓鞘神经胶质细胞，它们包裹神经元轴突形成的髓鞘，是保证神经信息跳跃式快速传导的生物学基础。众所周知，神经系统的发育成熟与各类神经细胞迁移密切相关。少突胶质细胞，无论在胚胎发育期，还是成熟神经系统内，均为迁移能力最强的细胞类型，并且在少突胶质细胞表面分布有CXCR1、CXCR2、CXCR3、CXCR4等CXCR系列受体。采用小鼠少突胶质前体细胞作为观察对象，在体外发现生长调节癌基因-α（GRO-α）、白细胞介素-8（IL-8）、基质细胞衍生因子-1α（SDF-1α）和CCL5可剂量依赖性地促进少突胶质前体细胞的增殖，而CXCL2无此功效。进一步研究表明，CXC趋化因子GRO-α、IL-8和 SDF-1α可促进髓鞘相关蛋白的合成，而CC类的趋化因子却无此作用。受体研究发现，CXCR4可表达于血小板衍生生长因子受体α（PDGFRα）阳性的少突胶质前体细胞，SDF-1引发的少突胶质前体细胞增殖依赖于CXCR4的介导。提示CXC类趋化因子可能在髓鞘形成的过程中发挥了重要作用。

神经活动可促进少突胶质前体细胞的增殖和分泌，导致神经元轴突髓鞘的增加。有趣的是，阻断神经元囊泡释放可降低轴突髓鞘的形成，提示神经元活动导致的髓鞘形成与神经元囊泡释放有关。如前所述，已有数种趋化因子在神经元囊泡中被发现，比如CCL2和 CXCL12，并且它们的释放与神经元去极化相关。已有研究表明，少突胶质细胞，尤其是少突胶质前体细胞与神经细胞存在紧密的相互作用，趋化因子中CX3CL1/CX3CR1、CXCL12/CXCR4在其中发挥重要作用，现分述如下。

201 7年，Neuron发表文章显示，来源于内侧基底节的中间神经元可促进胶质倾向的神经前体细胞转化为少突胶质细胞。干扰内侧基底节中间神经元可导致皮质少突胶质细胞新生减少［28］。采用转录组学模拟中间神经元-少突胶质细胞相互作用显示，趋化因子CX3CL1有促进少突胶质细胞新生的功效，这种在体内通过旁分泌的相互作用是十分重要的。通过特异性敲除神经前体细胞的CX3CR1或者组成型敲除CX3CR1，发现出生后皮质中少突胶质前体细胞和少突胶质细胞的数量显著减少，提示中间神经元分泌的CX3CL1对于少突胶质细胞的发育具有重要的调控作用。

少突胶质细胞在神经信息传递过程中具有重要的作用。已有研究表明，条件性敲除少突胶质细胞上的脑源性神经营养因子（brain-derived neurotrophic factor，BDNF）受体TrkB可导致小鼠认知功能障碍。一种可促进髓鞘再生的抗组胺药物氯马斯汀，可逆转威廉姆斯综合征（Williams syndrome）中的神经和行为学损伤。

2018年，PNAS发表文献显示，CXCL1在雌激素改善轴突髓鞘再生功能中具有重要作用［29］。轴突数量和髓鞘新生减少是多发性硬化与自发性免疫性脑脊髓炎的典型的病理改变。已有研究表明，激活雌激素受体β（ERβ）可显著提升神经元轴突的髓鞘再生，但是对浸润至中枢神经系统的免疫细胞无显著影响。机制研究发现，ERβ激活可显著提升趋化因子CXCL1的表达量。在中枢神经系统，星形胶质细胞是CXCL1的主要来源，采用免疫组织化学的方法发现，经ERβ激动剂治疗后，CXCL1阳性的星形胶质细胞显著增加，释放的CXCL1通过与分布于少突胶质细胞表面的CXCR2结合，促进髓鞘再生。同时该研究发现CXCL1与IL-1β呈现明显共定位，提示IL-1β与CXCL1可能存在相互依存的关系。在体外采用IL-1β刺激星形胶质细胞发现，IL-1β可显著提升星形胶质细胞内的CXCL1的表达，且该培养基也可以显著促进少突胶质细胞中髓鞘碱性蛋白（myelin basic protein，MBP）的表达。采用CXCR2的拮抗剂SB225002可显著抑制少突胶质细胞的分化，增加凋亡现象。

除神经元外，少突胶质细胞与内皮细胞的相互作用介导了少突胶质细胞的发育。众所周知，少突胶质细胞为神经系统内迁移能力最强的细胞类型，在大脑和脊髓的发育过程中，少突胶质细胞需要借助识别并且依托已经发育成熟的物理性依托，例如神经网络或血管结构，进行迁移。2016年，Science发表文献显示，少突胶质细胞可与血管内皮细胞相互作用。迁移中的少突胶质细胞可沿血管或者以血管为依托，跨越血管进行迁移。在血管结构破坏的小鼠脑内发现，少突胶质细胞的迁移受限。深入研究显示，Wnt-CXCR4信号通路在调控少突胶质细胞与内皮细胞相互作用的过程中发挥了重要作用［30］。

少突胶质细胞沿血管迁移的终止是由于少突胶质前体细胞的分化，导致少突胶质细胞与内皮细胞解离，提示抑制少突胶质细胞分化的信号分子可能参与了少突胶质细胞与内皮细胞的相互作用。已有研究表明，Wnt信号通路是少突胶质前体细胞分化的抑制因子。无论是通过基因调控，还是药理学激动Wnt，都可显著减少少突胶质细胞与内皮细胞的解离。采用条件性表达活性β联蛋白（β-catenin）来激活少突胶质前体细胞中的Wnt信号通路，经转录组学分析发现，趋化因子受体CXCR4是上调最明显的mRNA。CXCR4在胚胎发育期的少突胶质前体细胞中表达，但是，随着前体细胞分化为成熟的少突胶质细胞，Wnt信号通路活性降低，CXCR4的表达也随之降低。药理学研究表明，阻断CXCR4功能可导致神经发育过程中少突胶质前体细胞迁移功能受阻。上述研究结果表明，Wnt通路通过上调少突胶质前体细胞中的趋化因子受体CXCR4促进了其与内皮细胞的相互作用，进而促进了少突胶质前体细胞沿血管系统迁移的功能。

随后，有研究表明，CXCL12过表达内皮细胞的培养基可显著促进少突胶质前体细胞的增殖、迁移和分化，研究结果显示过表达CXCL12内皮细胞培养基可促进少突胶质前体细胞的增殖，上调细胞内PDGFRα、bFGF、CXCR4和CXCR7的表达。阻断CXCR4可抵消CXCL12对少突胶质前体细胞增殖与迁移的促进作用，敲除CXCR7可抑制少突胶质前体细胞的分化。上述研究结果表明，内皮细胞中CXCL12可促进少突胶质前体细胞增殖与迁移，内皮细胞与少突胶质细胞之间相互作用对白质损伤的修复具有积极的作用。